Механические и структурные свойства лимфоцитов крысы и человека после воздействия рентгеновского излучения на цельную кровь in vitro

Цель исследования. Выявить с помощью атомной микроскопии изменения параметров структурных и механических свойств лимфоцитов периферической крови, вызванные облучением цельной крови рентгеновским излучением, и определить возможность оценки состояния и радиационно-индуцированные программы гибели лимфоцитов с использованием анализа набора таких параметров.
Материалы и методы. Цельную кровь крыс и человека облучали рентгеновским излучением (1–100 Гр) in vitro. Лимфоциты выделяли из крови после суток хранения, помещали на стеклянные пластины, фиксировали глутаровым альдегидом и высушивали. Изучение структурных и механических свойств проводили с помощью атомно-силового микроскопа (ACM) Bruker Bioscope Resolve в режиме PeakForce QNM на воздухе. Для наборов АСМ-параметров, в которые были включены модуль упругости, сила адгезии, шероховатость клеточной поверхности и размеры клеток, для разных экспериментальных выборок была проведена кластеризация данных методом k-средних.
Результаты. Облучение крови рентгеновским излучением вызвало изменение параметров структурных и механических свойств лимфоцитов, измеренных с помощью АСМ на наномасштабе. Кластеризация наборов АСМ-параметров выявила кластеры с подобной структурой в каждой экспериментальной группе (человек; крысы 6 и 16 месяцев). Изученные четыре кластера ассоциированы с разными состояниями клеток и программами их гибели: неактивные клетки, активированные клетки с повышенной жесткостью, апоптотические клетки со сниженной жесткостью и клетки, гибнущие по другим, отличным от апоптоза программам гибели с повышенной жесткостью. Каждый кластер (тип клеток) с определенным набором АСМ-параметров был разным образом представлен в популяции лимфоцитов крови в зависимости от дозы рентгеновского излучения.
Заключение. Комплекс АСМ-параметров лимфоцитов, включающий модуль упругости, силу адгезии, шероховатость и размеры клеток, может быть полезным при автоматическом определении состояния лимфоцитов и программы их гибели при локальном облучении организма с вовлечением периферической крови, например при радиотерапии. 

1. La Verde G, Artiola V, Panzetta V, Pugliese M, Netti PA, Fusco S. Cytoskeleton Response to Ionizing Radiation: A Brief Review on Adhesion and Migration Effects. Biomedicines. 2021;9(9);1102. DOI: https://doi.org/10.3390/biomedicines9091102

2. Starodubtseva MN Mechanical Properties of the Cell Surface Layer Measured by Contact Atomic Force Microscopy. In: FM Borodich, X. Jin, (eds) Contact Problems for Soft, Biological and Bioinspired Materials. Biologically-Inspired Systems. Springer; 2022;15;51-72. DOI: https://doi.org/10.1007/978-3-030-85175-0_3

3. Belka C, Ottingr H, Kreuzfelder E, Weinmann M, Lindemann M, Lepple-wienhues A, Budach W, Grosse-Wilde H, Bamberg M. Impact of localized radiotherapy on blood immune cells counts and function in humans. Radiotherapy and Oncology. 1999;50(2);199-204. DOI: https://doi.org/10.1016/s0167-8140(98)00130-3

4. Yao Z, Jones J, Kohrt H, Strober S. Selective resistance of CD44hi T cells to p53-dependent cell death results in persistence of immunologic memory after total body irradiation The Journal of Immunology. 2018;187(8);4100-4108. DOI: https://doi.org/10.4049/jimmunol.1101141

5. Kachikwu EL, Iwamoto KS, Liao Y-P, DeMarco JJ, Agazaryan N, Economou JS, McBride WH, Schaue D. Radiation enhances regulatory T cell representation International Journal of Radiation Oncology Biology Physics. 2011;81(4);1128-1135. DOI: https://doi.org/10.1016/j.ijrobp.2010.09.034

6. Qu Y, Jin S, Zhang A, Zhang B, Shi X, Wang J, Zhao Y, Gamma-ray resistance of regulatory CD4+ CD25+ Foxp3+ T cells in mice. Radiation research. 2010;173(2);148-157. DOI: https://doi.org/10.1667/RR0978.1

7. Bogdándi EN, Balogh A, Felgyinszki N, Szatmári T, Persa E, Hildebrandt G, Sáfrány G, Lumniczky K. Effects of low-dose radiation on the immune system of mice after total-body irradiation. Radiation research. 2010;174(4);480-489. DOI: https://doi.org/10.1667/RR2160.1

8. Di Carlo D. A Mechanical Biomarker of Cell State in Medicine. SLAS Technology. 2012;1(17);32-42. DOI: https://doi.org/10.1177/2211068211431630

9. Hu M, Wang J, Zhao H, Dong S, Cai J. Nanostructure and nanomechanics analysis of lymphocyte using AFM: From resting, activated to apoptosis. J Biomech. 2009;42;1513-1519. DOI: https://doi.org/10.1016/j.jbiomech.2009.03.051

10. Jin H, Liang Q, Chen T, Wang X Resveratrol Protects Chondrocytes from Apoptosis via Altering the Ultrastructural and Biomechanical Properties: An AFM Study. PLoS ONE. 2014;9(3):e91611. DOI: https://doi.org/10.1371/journal.pone.0091611

11. der Meeren LV, Verduijn J, Krysko DV, Skirtach AG. AFM Analysis Enables Differentiation between Apoptosis, Necroptosis, and Ferroptosis in Murine Cancer Cells. iScience. 2020;23:101816. DOI: https://doi.org/10.1016/j.isci.2020.101816

12. Falcke SE, Rühle PF, Deloch L, Fietkau R, Frey B, Gaipl US. Clinically Relevant Radiation Exposure Differentially Impacts Forms of Cell Death in Human Cells of the Innate and Adaptive Immune System. Int J Mol Sci. 2018;19(11):3574. DOI: https://doi.org/10.3390/ijms19113574

13. Paganetti H. A review on lymphocyte radiosensitivity and its impact on radiotherapy. Front Oncol. 2023;13:1201500. DOI: https://doi.org/10.3389/fonc.2023.1201500

14. Lambin P, Lieverse RIY, Eckert F, Marcus D, Oberije C, van der Wiel AMA, Guha C, Dubois LJ, Deasy JO. Lymphocyte-Sparing Radiotherapy: The Rationale for Protecting Lymphocyte-rich Organs When Combining Radiotherapy with Immunotherapy. Semin Radiat Oncol. 2020;30(2):187-193. DOI: https://doi.org/10.1016/j.semradonc.2019.12.003