Радиационно-индуцированные изменения свойств и функций фибробластов
https://doi.org/10.51523/2708-6011.2023-20-4-01
Аннотация
Настоящий обзор посвящен анализу литературы, содержащей экспериментальные и клинические данные о радиационно-индуцированных изменениях соединительной ткани и ее клеточного компонента, для создания общей картины ведущих механизмов развития радиационного фиброза.
В обзоре были проанализированы публикации за временной промежуток 1995–2022 гг., представленные в трех академических базах данных: Scopus, PubMed и Web of Science. В процессе поиска использовались различные комбинации логических операторов (or, and, not) для объединения ключевых слов поиска (ионизирующее излучение, соединительная ткань, фибробласты), чтобы найти соответствующие исследования в академических базах данных.
Развитие радиационного фиброза определяется радиационно-индуцированными изменениями свойств и функций фибробластов. В статье обсуждены основные биологические эффекты облучения фибробластических клеток рентгеновским, гаммаи альфа-излучениями, представлены механизмы радиационно-индуцированной дифференцировки в системе фибробласт/миофибробласт, а также отмечена роль в данном процессе микроокружения соединительной ткани и ассоциированного с митохондриями окислительного стресса. Представленные в обзоре основные экспериментально установленные эффекты и общая схема механизмов нелетального действия ионизирующего излучения на фибробласты способствуют лучшему пониманию механизмов развития радиационно-индуцированного фиброза.
При поддержке: Работа выполнялась в рамках Государственной программы научных исследований «Природные ресурсы и окружающая среда» (3.01, 2021–2025 гг.).
Об авторах
Т. Д. Матвеенкова
Институт радиобиологии Национальной академии наук Беларуси
Беларусь
Беларусь
Матвеенкова Татьяна Дмитриевна, младший научный сотрудник лаборатории устойчивости биологических систем
Гомель
И. В. Назаренко
Гомельский государственный медицинский университет
Беларусь
Беларусь
Назаренко Ирина Вячеславовна, к.м.н., доцент, декан медико-диагностического факультета, доцент кафедры лучевой диагностики, лучевой терапии с курсом ФПКиП
Гомель
А. М. Юрковский
Гомельский государственный медицинский университет
Беларусь
Беларусь
Юрковский Алексей Михайлович, д.м.н., доцент, заведующий кафедрой лучевой диагностики, лучевой терапии с курсом ФПКиП
Гомель
М. Н. Стародубцева
Гомельский государственный медицинский университет; Институт радиобиологии Национальной академии наук Беларуси
Россия
Россия
Стародубцева Мария Николаевна, д.б.н., доцент, профессор кафедры медицинской и биологической физики; главный научный сотрудник лаборатории устойчивости биологических систем
Гомель
Список литературы
1. Wynn TA. Cellular and molecular mechanisms of fibrosis. J Pathol. 2008 Jan;214(2):199-210. DOI: https://doi.org/10.1002/path.2277
2. Straub JM, New J, Hamilton CD, Lominska C, Shnayder Y, Thomas SM. Radiation-induced fibrosis: mechanisms and implications for therapy. Journal of cancer research and clinical oncology. 2015;141:1985-1994. DOI: https://doi.org/10.1007/s00432-015-1974-6
3. Purkayastha A, Sharma N, Sarin A, Bhatnagar S, Chakravarty N, Mukundan H, et al. Radiation fibrosis syndrome: The evergreen menace of radiation therapy. Asia-Pacific journal of oncology nursing. 2019;6(3):238-245. DOI: https://doi.org/10.4103/apjon.apjon_71_18
4. Chatterjee A, Kosmacek EA, Oberley-Deegan RE. MnTE-2-PyP treatment, or NOX4 inhibition, protects against radiation-induced damage in mouse primary prostate fibroblasts by inhibiting the TGF-beta 1 signaling pathway. Radiat Res. 2017;187(3):367-381. DOI: https://doi.org/10.1667/RR14623.1
5. Bomb R, Heckle MR, Sun Y, Mancarella S, Guntaka RV, Gerling IC, et al. Myofibroblast secretome and its auto-/ paracrine signaling. Expert review of cardiovascular therapy. 2016;14(5):591-598. DOI: https://doi.org/10.1586/14779072.2016.1147348
6. Kosmacek EA, Oberley-Deegan RE. Adipocytes protect fibroblasts from radiation-induced damage by adiponectin secretion. Scientific reports. 2020;10(1):1-12. DOI: https://doi.org/10.1038/s41598-020-69352-w
7. Dörr W, Schmidt M. Normal Tissue Radiobiology. Comprehensive Biomedical Physics. 2014;7:75-95. DOI: https://doi.org/10.1016/B978-0-444-53632-7.00805-4
8. Юрковский А.М. Патологический континуум при пояснично-крестцовых лигаментозах: сопоставления данных сонографических и гистологических исследований. Проблемы здоровья и экологии. 2020;(4):57-65. DOI: https://doi.org/10.51523/2708-6011.2020-17-4-8
9. Назаренко ИВ, Юрковский АМ, Ачинович СЛ, Веялкина НН. Радиационно-индуцированный патологический континуум при дистрофических изменениях ахилловых сухожилий крыс: пилотное исследование. Новости медико-биологических наук. 2022;22(3):188-193.
10. Юрковский А.М., Назаренко И.В., Ачинович С.Л., Веялкина Н.Н. Радиационно-индуцированная модель дистрофических изменений мышечно-сухожильного перехода у биологических моделей: пилотное исследование. Проблемы здоровья и экологии. 2022;19(2):90-98. DOI: https://doi.org/10.51523/2708-6011.2022-19-2-11
11. Antonelli F, Campa A, Esposito G, Giardullo P, Belli M, Dini V, et al. Induction and Repair of DNA DSB as Revealed by H2AX Phosphorylation Foci in Human Fibroblasts Exposed to Lowand High-LET Radiation: Relationship with Early and Delayed Reproductive Cell Death. Radiation Research. 2015;183(4):417-431. DOI: https://doi.org/10.1667/RR13855.1
12. Kobashigawa S, Kashino G, Suzuki K, Yamashita S, Mori H. Ionizing Radiation-Induced Cell Death Is Partly Caused by Increase of Mitochondrial Reactive Oxygen Species in Normal Human Fibroblast Cells. Radiation Research. 2015;183(4):455464. DOI: https://doi.org/10.1667/RR13772.1
13. Weyemi U, Redon CE, Aziz T, Choudhuri R, Maeda D, Parekh PR, et al. Inactivation of NADPH oxidases NOX4 and NOX5 protects human primary fibroblasts from ionizing radiationinduced DNA damage. Radiation research. 2015;183(3):262-270. DOI: https://doi.org/10.1667/RR13799.1
14. Zhao Y, Zhong R, Sun L, Jia J, Ma S, Liu X. Ionizing radiation-induced adaptive response in fibroblasts under both monolayer and 3-dimensional conditions. PLoS One. 2015;10(3):e0121289. DOI: https://doi.org/10.1371/journal.pone.0121289
15. Hauptmann M, Haghdoost S, Gomolka M, Sarioglu H, Ueffing M, Dietz A, et al. Differential response and priming dose effect on the proteome of human fibroblast and stem cells induced by exposure to low doses of ionizing radiation. Radiation research. 2016;185(3):299-312. DOI: https://doi.org/10.1667/RR14226.1
16. Keng PC, Phipps R, Penney DP. In vitro radiation sensitivity of mouse lung fibroblasts isolated by flow cytometry. International journal of radiation oncology, biology, physics. 1995;31(3):519-523. DOI: https://doi.org/10.1016/0360-3016(94)00340-Q
17. Sándor N, Schilling-Tóth B, Kis E, Fodor L, Mucsányi F, Sáfrány G, et al. TP53inp1 gene is implicated in early radiation response in human fibroblast cells. International journal of molecular sciences. 2015;16(10):25450-25465. DOI: https://doi.org/10.3390/ijms161025450
18. Judge JL, Owens KM, Pollock SJ, Woeller CF, Thatcher TH, Williams JP, et al. Ionizing radiation induces myofibroblast differentiation via lactate dehydrogenase. American Journal of Physiology-Lung Cellular and Molecular Physiology. 2015;309(8):L879-L887. DOI: https://doi.org/10.1152/ajplung.00153.2015
19. Jagetia GC, Rajanikant GK, Rao SK. Evaluation of the Effect of Ascorbic Acid Treatment on Wound Healing in Mice Exposed to Different Doses of Fractionated Gamma Radiation. Radiation Research. 2003;159(3):371-380. DOI: https://doi.org/10.1667/0033-7587(2003)159[0371:eoteoa]2.0.co;2
20. Carnevali S, Mio T, Adachi Y, Spurzem JR, Striz I, Romberger DJ, et al. Gamma radiation inhibits fibroblast-mediated collagen gel retraction. Tissue and Cell. 2003;35(6):459-469. DOI: https://doi.org/10.1016/s0040-8166(03)00072-7
21. Jabbari N, Farjah GH, Ghadimi B, Zanjani H, Heshmatian B. Acceleration of skin wound healing by low-dose indirect ionizing radiation in male rats. The Kaohsiung Journal of Medical Sciences. 2017;33(8):385-393. DOI: https://doi.org/10.1016/j.kjms.2017.05.013
22. Almahwasi AA, Jeynes JC, Merchant MJ, Bradley DA, Regan PH. Delayed persistence of giant-nucleated cells induced by X-ray and proton irradiation in the progeny of replicating normal human fibroblast cells. Radiation Physics and Chemistry. 2017;137:163-168. DOI: https://doi.org/10.1016/j.radphyschem.2016.02.030
23. Flunkert J, Maierhofer A, Dittrich M, Müller T, Horvath S, Nanda I, et al. Genetic and epigenetic changes in clonal descendants of irradiated human fibroblasts. Experimental Cell Research. 2018;370(2):322-332. DOI: https://doi.org/10.1016/j.yexcr.2018.06.034
24. Nuta O, Somaiah N, Boyle S, Chua MLK, Gothard L, Yarnold J, et al. Correlation between the radiation responses of fibroblasts cultured from individual patients and the risk of late reaction after breast radiotherapy. Cancer Letters. 2016:374(2):324-330. DOI: https://doi.org/10.1016/j.canlet.2016.02.036
25. Prevost V, Sichel F, Pottier I, Leduc A, Lagadu S, Laurent C. Production of early and late nuclear DNA damage and extracellular 8-oxodG in normal human skin fibroblasts after carbon ion irradiation compared to X-rays. Toxicology in Vitro. 2018;52:116-121. DOI: https://doi.org/10.1016/j.tiv.2018.06.004
26. Brammer I, Herskind C, Haase O, Rodemann HP, Dikomey E. Induction and repair of radiation-induced DNA double-strand breaks in human fibroblasts are not affected by terminal differentiation. DNA repair. 2004;3(2):113-120. DOI: https://doi.org/10.1016/j.dnarep.2003.10.006
27. Shimura T, Ando T, Narao M, Sasatani M, Kamiya K, Ushiyama A. Mechanism of turnover or persistence of radiationinduced myofibroblast in vitro. Cell Cycle. 2020;19(23):33753385. DOI: https://doi.org/10.1080/15384101.2020.1848063
28. Zhuang X, Zhou B. Exosome secreted by human gingival fibroblasts in radiation therapy inhibits osteogenic differentiation of bone mesenchymal stem cells by transferring miR-23a. Biomedicine & Pharmacotherapy. 2020;131:110672. DOI: https://doi.org/10.1016/j.biopha.2020.110672
29. Shimura T, Sasatani M, Kawai H, Kamiya K, Kobayashi J, Komatsu K, et al. Radiation-Induced Myofibroblasts Promote Tumor Growth via Mitochondrial ROS–Activated TGFβ Signaling TGFβ Pathway–Mediated Acquisition of Myofibroblasts. Molecular Cancer Research. 2018;16(11):1676-1686. DOI: https://doi.org/10.1158/1541-7786.MCR-18-0321
30. Shimura T, Nakashiro C, Fujiwara K, Shiga R, Sasatani M, Kamiya K, et al. Radiation affects glutathione redox reaction by reduced glutathione peroxidase activity in human fibroblasts. Journal of Radiation Research. 2022;63(2):183-191. DOI: https://doi.org/10.1093/jrr/rrab122
31. Azzam EI, De Toledo SM, Spitz DR, Little JB. Oxidative metabolism modulates signal transduction and micronucleus formation in bystander cells from α-particle-irradiated normal human fibroblast cultures. Cancer research. 2002;62(19):54365442.
32. Ponnaiya B, Jenkins-Baker G, Bigelow A, Marino S, Geard CR. Detection of chromosomal instability in α-irradiated and bystander human fibroblasts. Mutation Research/Fundamental and Molecular Mechanisms of Mutagenesis. 2004;568(1):41-48. DOI: https://doi.org/10.1016/j.mrfmmm.2004.06.045
33. Yin X, Tian W, Wang L, Wang J, Zhang S, Cao J, et al. Radiation quality-dependence of bystander effect in unirradiated fibroblasts is associated with TGF-β1-Smad2 pathway and miR21 in irradiated keratinocytes. Scientific Reports. 2015;5(1):11373. DOI: https://doi.org/10.1038/srep11373
34. Antonelli F, Campa A, Esposito G, Giardullo P, Belli M, Dini V, et al. Induction and Repair of DNA DSB as Revealed by H2AX Phosphorylation Foci in Human Fibroblasts Exposed to Lowand High-LET Radiation: Relationship with Early and Delayed Reproductive Cell Death. Radiation Research. 2015;183(4):417-431. DOI: https://doi.org/10.1667/RR13855.1
35. Ghandhi SA, Yaghoubian B, Amundson SA. Global gene expression analyses of bystander and alpha particle irradiated normal human lung fibroblasts: Synchronous and differential responses. BMC Med Genomics. 2008;1(63):14. DOI: https://doi.org/10.1186/1755-8794-1-63
36. Azzam EI, De Toledo SM, Waker AJ, Little JB. High and low fluences of α-particles induce a G1 checkpoint in human diploid fibroblasts. Cancer Research. 2000;60(10):2623-2631.
37. Chen Z, Cao K, Xia Y, Li Y, Hou Y, Wang L, et al. Cellular senescence in ionizing radiation. Oncology reports. 2019;42(3):883-894. DOI: https://doi.org/10.3892/or.2019.7209
38. Shimura T, Sasatani M, Kamiya K, et al. Mitochondrial reactive oxygen species perturb AKT/cyclin D1 cell cycle signaling via oxidative inactivation of PP2A in lowdose irradiated human fibroblasts. Oncotarget. 2016;7(3):3559. DOI: https://doi.org/10.18632/oncotarget.6518
39. Yamamori T, Sasagawa T, Ichii O, Hiyoshi M, Bo T, Yasui H, et al. Analysis of the mechanism of radiation-induced upregulation of mitochondrial abundance in mouse fibroblasts. Journal of radiation research. 2017;58(3):292-301. DOI: https://doi.org/10.1093/jrr/rrw113
40. Shimura T, Sasatani M, Kawai H, Kamiya K, Kobayashi J, Komatsu K, et al. A comparison of radiation-induced mitochondrial damage between neural progenitor stem cells and differentiated cells. Cell cycle. 2017;16(6):565-573. DOI: https://doi.org/10.1080/15384101.2017.1284716
41. Mapuskar KA, Flippo KH, Schoenfeld JD, Riley DP, Strack S, Hejleh TA, et al. Mitochondrial superoxide increases ageassociated susceptibility of human dermal fibroblasts to radiation and chemotherapy. Cancer research. 2017;77(18):5054-5067. DOI: https://doi.org/10.1158/0008-5472.CAN-17-0106
42. Pannkuk EL, Laiakis EC, Fornace Jr, AJ, Fatanmi OO, Singh VK. A metabolomic serum signature from nonhuman primates treated with a radiation countermeasure, gammatocotrienol, and exposed to ionizing radiation. Health physics. 2018;115(1):3. DOI: https://doi.org10.1097/HP.0000000000000776
Рецензия
Для цитирования:
Матвеенкова Т.Д., Назаренко И.В., Юрковский А.М., Стародубцева М.Н. Радиационно-индуцированные изменения свойств и функций фибробластов. Проблемы здоровья и экологии. 2023;20(4):7–17. https://doi.org/10.51523/2708-6011.2023-20-4-01
For citation:
Matveyenkava T.D., Nazarenko I.V., Yurkovskiy А.М., Starodubtseva M.N. Radiation-induced changes in the properties and functions of fibroblasts. Health and Ecology Issues. 2023;20(4):7–17. (In Russ.) https://doi.org/10.51523/2708-6011.2023-20-4-01
Просмотров: 320
Послать статью по эл. почте 